Guten Tag,
ich bins mal wieder:smiley:
Habe folgendes Problem und zwar soll ich ein Mikrobiologieprotokoll zu den Versuchen schreiben, gesagt getan. Sie sind fertig nur leider meckert meine Lehrerin das es ihr nicht „fremdsprachlich“ genug ist und formal einfach grotig sau ist, außerdem habe ich angst das da zu viele Sachen rein geschrieben habe die nicht passen.
Ich wollte daher nachfragen ob es ein forum gibt wo mir geholfen wird oder ob es hier vll. eine Person gibt die sich gut mit Mikrobio auskennt und einmal kurz drüber lesen könnten. Vll. das ein oder andere verbessern und so.
Wäre mal voll lieb wenn das jemand machen würde:smile:
Vll auch per e-mail 
Lg RoterDrache18
Hallo Drache,
nur leider meckert meine Lehrerin das
es ihr nicht „fremdsprachlich“ genug ist
weia, dann ist das eine von der Sorte, wo man möglichst unverständlich/geschwollen schreiben muß.
und formal einfach
grotig sau ist,
Warum genau? Falsche Formulierungen, oder schlechter Stil oder was genau?
Gandalf
Hallo RoterDrache18,
Stelle den Text hier ins Forum oder schicke ihn mir per Email. Ich schaue mal drueber und schicke Dir Verbesserungsvorschlaege.
Viele Gruesse,
Marcus
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Huhu!
Kann ich wohl auch machen … zur Not schnapp ich mir ein Fachbuch und blase das ganze noch ein bischen fremdworttechnisch auf …
Wobei, im Ernst, MiBi ist schon komplex genug, das brauch man nicht noch zusätzlich durch Fremdworte zu verkomplizieren.
Geisteswissenschaftler haben das vielleicht nötig, aber Naturwissenschaftler nicht.
Viele Grüße!
Ph.
Okay, danke das sich überhaupt Leute gemdelt ahen.
ich stelle diese 15 Seiten einfach mal spontan hier rein, dann sich ja jeder selbst ein Bild davon machen und vll. den ein oder anderen Verbesserungsvorschlag schreiben. Mein Stil ist einfach nur schlecht und meine Formulierungen echt verunglückt 
Nun gut hier kommt die Katastrophe:
Versuch 1:
Versuch a):
Theorie und Prinzip:
Die einfache Färbung führt man bei Mikroorganismen deshalb durch, weil sie zur deutlichen Sichtbarmachung von Zellformen und Zellanordnungen dient. Dabei werden alle Zellen einheitlich gefärbt und die Farbe wird nicht mehr ausgewaschen, so dass man unter dem Mikroskop Formen und Anordnungen der Mirkoorganismen erkennen kann.
Probe:
Es handelte sich bei den Proben um E- coli Bakterien und Bacillus subitlis , beide hatten auf dem Agar Boden einer Petrischalen mehre Kolonien gebildet. Weitere Informationen zu E-coli Bakterien und Bacillus subitlis, findet man auf Seite und Seite
Material und Methode:
Geräte:
Impföse
Objektträger
Färbebank
Färbewanne
Lichtmikroskop
Bunsenbrenner
Feuerzeu
Impfösen Ständer
Chemikalien:
Methylenblau
Dest. Wasser
Immersionsöl
Angaben zur Sicherheit und Entsorgung:
Die Entsorgung findet im Spülbecken statt, die Geräte werden im Spülbecken gespült und anschließend mit dest. Wasser ausgewaschen.
R- und S- Sätze:
Methylblau: R: 22 S: keine
Durchführung:
- Schritt:
Vor der Färbung und vor dem KOH- Test muss man die Mikroorganismen auf dem Objektträger fixieren, das heißt sie dürfen sich nicht mehr bewegen und sind Tod.
Wir säuberten den Objektträger mit dest. Wasser, weil keine Rückstände oder Fett für das fixieren auf dem Objektträger sein dürfen. Anschließend wurde der Objektträger vorsichtig getrocknet und der Bunsenbrenner mit Hilfe eines Feuerzeugs angemacht, wir nahmen danach die Impföse und ließen sie ausglühen in der Bunsenbrennerflamme.
Als wir die Impföse sterilisiert hatten , hoben wir den Deckel der Petrischale leicht an, drückten die Impföse auf den Agar am Rande der Petrischale zum auskühlen. Dann überführten wir mit Hilfe der Impföse einige Kolonien von Bacillus subitlis auf den Objektträger und verrieben zusammen mit ein paar Tropfen Wasser Bacillus subitlis auf dem Objektträger. Den Ausstrich ließen wir zunächst an der Luft trocknen und zogen ihn anschließend dreimal mit gleichmäßiger Geschwindigkeit durch die Flamme.
Wir hatten so Bacillus subitlis auf dem Objektträger fixiert, das gleiche machten wir auch mit den E- coli Bakterien.
- Schritt:
Wir stellten die Färbebank in die Färbewanne und legten unseren Objektträger auf die Färbebank, dann tropften wir einige Tropfen von Methylenblau auf unsere fixierte Stelle auf dem Objektträger und warteten 3 Minuten. Nach den drei Minuten kippten wir die Farblösung ab und spülten vorsichtig mit dest. Wasser die Farbe ab. Dabei ließen wir das dest. Wasser vom oberen Ende des Objektträgers nach unten laufen.
(Wichtig: Nicht das dest. Wasser auf die fixierte Stelle spritzen, da man sonst die Mikroorganismen mit abspült)
Anschließend ließen wir den Objektträger zusammen mit dem gefärbten Bacillus subitlis
an der Luft trocknen. Das Gleiche machten wir auch mit den E- coli Bakterien
- Schritt:
Nachdem trocknen tropften wir einige Tropfen eines Immersionsöl auf dem Objektträger, dieses dient zur bessern Sichtbarmachung der gefärbten Bacillus subitlis Bakterien.
Wir schoben den Objektträger mit den gefärbten Bacillus subitlis Bakterien unters Mikroskop und unter der 100x Vergrößerung konnten wir die Morphologie (Form) der Bacillus subitlis erkennen und zeichneten uns das Bild was sich unter dem Mikroskop auf dem Objektträger bot ab. Den gleichen Vorgang machten wir auch bei den gefärbten E- coli Bakterien und zeichneten ebenfalls das Bild was sich unter dem Mikroskop auf dem Objektträger bot ab.
Auswertung: folgt auf einem anderen Blatt!!!
Versuch b):
Theorie und Prinzip:
Der KOH- Test ist ein Schnellverfahren und dient bei zweifelhafter Gramfärbung als Überprüfung / Hilfe, er kann die Gramfärbung allerdings nicht ersetzen.
Wenn die Kalilauge in Verbindung mit der Zellmembran (in unserem Fall von E- coli Bakterien) kommt ,löst sich die Zellmembran auf und das Zellplasma tritt aus, dieses Zellplasma ist für die Schleimbildung (Fadenziehen) verantwortlich. Wenn bei Bacillus subitlis keine Schleimbildung hat, hat die Zellmembran mehrere Lagen, wo die Kalilauge wenig Auswirkung auf die mehreren Lagen der Zellmembran hat (zerstört nur die ersten Lagen der Zellmembran). Es tritt kein Zellplasma aus, damit wäre Bacillus subtiles KOH- negativ, aber grampositiv oder zu mindestens verdächtig grampositiv zu sein, weil sich der Farbstoff in der Zellmembran halten kann und man ihn nicht auswaschen kann.
Probe:
Es handelte sich bei den Proben um Coli Bakterien und Bacillus subitlis , beide hatten auf dem Agar Boden einer Petrischalen mehre Kolonien gebildet. Weitere Informationen zu
Coli Bakterien und Bacillus subitlis, findet man auf Seite und Seite
Material und Methode:
Geräte:
Impföse
Objektträger
Bunsenbrenner
Feuerzeug
Impfösen Ständer
Chemikalien:
Kaliumhydroxid (Kalilauge /KOH)
Angaben zur Sicherheit und Entsorgung:
Die Entsorgung findet im Spülbecken statt, die Geräte werden im Spülbecken gespült und anschließend mit dest. Wasser ausgewaschen.
R- und S- Sätze:
Kaliumhydroxid: R: 22, 35 S: 26,36,37,39,45
Durchführung:
Schritt 1:
Zuerst wurde der Objektträger gesäubert und der Bunsenbrenner mit Hilfe eines Feuerzeugs angemacht, wir nahmen danach die Impföse und ließen sie ausglühen in der Bunsenbrennerflamme. Als wir die Impföse sterilisiert hatten , hoben wir den Deckel der Petrischale leicht an, drückten die Impföse auf den Agar am Rande der Petrischale zum auskühlen . Dann überführten wir mit Hilfe der Impföse einige Kolonien von Bacillus subitlis auf den Objektträger und verrieben ihn. Der Objektträger wurde dreimalgleichmäßig durch die Flamme gezogen und somit wurden die Bacillus subitlis Bakterien hitzefixiert.
Nachdem Hitzfixieren überführten wir einige Tropfen einer 3 % Kalilauge auf den Objektträger und verrieben Kalilauge und Bacillus subitlis mit Hilfe der Impföse.
Doch es passierte nichts und es kam zu keiner Schleimbildung. Als wir den gleichen Vorgang bei E- coli Bakterien durch führten konnten wir eine Schleimbildung (Fadenziehen) feststellen.
Auswertung und Diskussion:
Bei dem KOH- Test konnten wir feststellen das Bacillus subitlis mehrere Lagen der Zellmembran hat und damit das KOH die komplette Zellmembran nicht zerstören konnte, andersherum bei E- coli Bakterien, es liegen keine mehrere Lagen der Zellmembran vor und somit zerstört KOH die Zellmembran völlig. Es tritt Zellplasma aus womit man Fadenziehen kann.
Bacillus subitlis ist KOH- negativ und damit auch grammpositiv, da die mehreren Lagen den Farbstoff besser halten können.
E- coli ist KOH- positiv und gramnegativ, da die keine mehreren Lagen der Zellmembran vorliegen und somit der Farbstoff ausgewaschen werden kann.
Versuch c):
Theorie und Prinzip:
Die Gramfärbung wird gemacht damit die Bakterien einteilen kann in grampositiv und gramnegativ. Dies ist ein bedeutendes Merkmal in der Bakteriensystematik und eine große Hilfe bei der Klassifizierung. Das ganze kann nur deshalb statt finden , weil es Bakterien gibt die mehrer Lagen der Zellmembran haben und deshalb der Farbstoff besser in der Zellmembran gespeichert werden kann. Im Gegensatz zu Bakterien die eine dünne Zellmembran und keine mehrere Lagen der Zellmembran besitzen, bei diesen Zellen kann man einfach mit Ethanol den Farbstoff wieder auswaschen und eine Gegenfärbung durch führen. Bei der Gramfärbung ist es wichtig das der Aufstrich luftgetrocknet ist und die Kulturen nicht länger als 24 Stunden alt sind.
Probe:
Es handelte sich bei den Proben um E- coli Bakterien und Bacillus subitlis , beide hatten auf dem Agar Boden einer Petrischalen mehre Kolonien gebildet. Weitere Informationen zu E-coli Bakterien und Bacillus subitlis, findet man auf Seite und Seite
Material und Methode:
Geräte:
Impföse
Objektträger
Bunsenbrenner
Feuerzeug
Impfösen Ständer
Färbebank
Färbewanne
Lichtmikroskop
Chemikalien:
Kristallinlösung (Carbolgeninavoilett)
Lugolsche Lösung (Besteht aus 1g Jod und 2g Kaliumiodid in 50ml dest. Wasser)
Ethanol
dest. Wasser
Safraninlösung
Angaben zur Sicherheit und Entsorgung:
Die Entsorgung findet im Spülbecken statt, die Geräte werden im Spülbecken gespült und anschließend mit dest. Wasser ausgewaschen.
R- und S- Sätze:
Lugolsche Lösung (Jod: R: 20,21,50 S: 23,25,61)
Ethanol: R: 11 S: 7,16
Durchführung:
- Schritt:
Vor der Färbung und vor dem KOH- Test muss man die Mikroorganismen auf dem Objektträger fixieren, das heißt sie dürfen sich nicht mehr bewegen und sind Tod.
Wir säuberten den Objektträger mit dest. Wasser, weil keine Rückstände oder Fett für das fixieren auf dem Objektträger sein dürfen. Anschließend wurde der Objektträger vorsichtig getrocknet und der Bunsenbrenner mit Hilfe eines Feuerzeugs angemacht, wir nahmen danach die Impföse und ließen sie ausglühen in der Bunsenbrennerflamme.
Als wir die Impföse sterilisiert hatten , hoben wir den Deckel der Petrischale leicht an, drückten die Impföse auf den Agar am Rande der Petrischale zum auskühlen. Dann überführten wir mit Hilfe der Impföse einige Kolonien von Bacillus subitlis auf den Objektträger und verrieben zusammen mit ein paar Tropfen Wasser Bacillus subitlis auf dem Objektträger. Den Ausstrich ließen wir zunächst an der Luft trocknen und zogen ihn anschließend dreimal mit gleichmäßiger Geschwindigkeit durch die Flamme.
Wir hatten so Bacillus subitlis auf dem Objektträger fixiert, das gleiche machten wir auch mit den E- coli Bakterien.
- Schritt:
Nachdem wir Bacillus subitlis und E- coli hitzefixiert hatten legten wir beide auf die Färbebank und gaben ein paar Tropfen Kristallinlösung (Carbolgeninavoilett)auf die hitzefixierten Stellen der Objektträger. Nach 2 Minuten warten kippten wir die Farblösung ab und überführten Lugolsche Lösung, nach 2 Minuten kippten wir auch diese Lösung vom Objektträger ab. Wir gaben jetzt auf den Objektträger Ethanol, so dass der komplette Objektträger bedeckt war und säuberten mit Hilfe von dest. Wasser nach ein paar Sekunden den Objektträger vorsichtig ab, dabei floss das dest. Wasser von oben nach unten.
(Wichtig: Nicht das dest. Wasser auf die fixierte Stelle spritzen, da man sonst die Mikroorganismen mit abspült)
- Schritt:
Nachdem wir beide Objektträger gewaschen hatten , führten wir eine Gegenfärbung durch für 30 Sekunden mit einer Safraninlösung durch. Nach 30 Sekunden kippten wir Safraninlösung ab und spült mit dest. Wasser nach, dabei floss das dest. Wasser von oben nach unten.
(Wichtig: Nicht das dest. Wasser auf die fixierte Stelle spritzen, da man sonst die Mikroorganismen mit abspült)
Nachdem trocknen an der Luft gaben wir wieder einige Tropfen einer Ölimmersion auf beide Objektträger, danach legten wir einmal den Objektträger mit Bacillus subitlis auf , zeichneten ab was wir erkennen konnten bei 100 x Vergrößerung.
Das gleiche machten wir bei dem Objektträger mit E- coli Bakterien.
Auswertung und Diskussion:
Wir konnten erkennen das Bacillus subitlis blau (allerdings waren ein paar rote Stellen zuerkennen) war, also grampositiv ist und E- coli rot war, also gramnegativ ist. Allerdings hatten wir dieses Ergebnis erst beim zweiten Versuch, beim ersten Versuch hatten wir einen großen Fehler gemacht und zu alte Kulturen verwendet.
Auch E- coli war blau gewesen und deshalb machten wir den Versuch mit frischen Kulturen noch mal.
Versuch 2:
Theorie und Prinzip:
Bei der Milchanalyse von Rohmilch geht es darum die Gesamtkeimzahl zu bestimmen.
Gerade im Bereich der Lebensmittel ist die Bestimmung des Gesamtkeimgehaltes von großer Bedeutung, da man so nachweisen kann das man die vom Gesetzt fest gelegte Gesamtkeimzahl nicht überschritten hat oder das Lebensmittelüberwachungssamt weißt nach das diese überschritten wurde.
Die Gesamtkeimzahl Bestimmung geschieht mit Hilfe des Oberflächen- Spatelverfahren, dazu wird erst eine Verdünnungsreihe angelegt um bei späterer Auswertung auch auswertbare Koloniezahlen zu erhalten, denn bei über 300 Kolonien findet keine Auswertung statt. Nach der erstellen einer Verdünnungsreihe wird von jeder Verdünnung 0,1ml auf eine Agar- Platte mit Hilfe des Oberflächen - Spatelverfahrens gleichmäßig verteilt. Nach dem bebrüten kann man die einzelnen Kolonien zählen, die Gesamtkeimzahl darüber ausrechnen und mit dem von Gesetzgeber ausgestellten Werten vergleichen.
Probe:
Entnahme: 12.11.07 um 17.58 direkt aus der Melkanlage und wurde bei einer Lagertemperatur von 13,9°C gelagert.
Material und Methode:
Geräte:
Die Geräte zur Verdünnungsreihe
Drigalski- Spatel
6 Agar Platten
Drehteller
Hubpipette und mehreren Plastikaufsätze
Bunsenbrenner
Feuerzeug
Autoklave
Chemikalien:
Ethanol
dest. Wasser
Angaben zur Sicherheit und Entsorgung:
Die Entsorgung findet im Spülbecken statt, die Geräte werden im Spülbecken gespült und anschließend mit dest. Wasser ausgewaschen.
Die später bebrüteten Agar- Platten werden gesammelt und im Autoklave werden unter großer und langer Hitzeeinwirkung die Mikroorganismen abgetötet, danach können die Agar- Platten weggeschmissen werden oder wieder verwendet.
R- und S- Sätze:
Ethanol: R :11 S :2,7,16
Durchführung:
- Schritt:
Als aller erstes legten wir uns die Geräte die wir brauchten für die Gesamtkeimzahlbestimmung zurecht und desinfizierten unsere Arbeitsfläche, sowie unsere Hände. Den Ethanol überführten wir in einen Petrischale und zündeten den Bunsenbrenner mit Hilfe eines Feuerzeuges an .
Wir erstellten eine Verdünnungsreihe (steht auf Seite )von der Verdünnung 10-1 bis 10-4, dann beschrifteten wir die Agar Platten , für jede Verdünnungsstufe eine Agar- Platte, sowie für die reine Probe eine Agar- Platte. Dabei fängt man von 10-2 an bis 10-5 (deshalb hoch fünf weil wir ja eine weitere Verdünnung gemacht hatten, als wir 0,1 ml auf den Agar gaben) beim Beschriften.
- Schritt:
Nachdem wir alle Vorbereitungen getroffen hatten und die Verdünnungsreihe hergestellt hatten, konnte es los gehen wir stellten die Hubpipette auf 0,1 ml ( 100 Mikroliter) ein, steckten einen Plastikaufsatz auf die Hubpipette und fingen bei der höchsten Verdünnung an (dieses macht man damit man den Plastikaufsatz nicht ständig zu wechseln braucht, da die höchste Verdünnungsstufe am wenigsten Bakterien enthalten wird). Wir öffneten das Reagenzglas mit der Verdünnung 10-4, sterilisierten mit Hilfe der Bunsenbrennerflamme den Rand des Reagenzglas und entnahmen mit Hilfe der Hubpipette 0,1 ml. Die Hubpipette hielten wir in der Nähe der Flamme und sterilisierten mit Hilfe der Bunsenbrennerflamme den Rand und den Deckel des Reagenzglases, danach schraubten wir den Deckel auf das Reagenzglas. Der Drigalski- Spatel wurde kurz in Ethanol getaucht und anschließend durch die Flamme gezogen. Der Ethanol fing Feuer und somit sterilisierten wir den Drigalski- Spatel. Wir hoben den Deckel der Petrischale mit der Aufschritt 10-5 an und überführten die 0,1ml der Verdünnungsstufe 10-4 aus der Hubpipette auf den Agar in der Petrischale. Danach stellten wir die Petrischale auf den Drehteller, drückten den Drigalski- Spatel am Rand kurz in den Agar um ihn abzukühlen und fingen an den Tropfen mit Hilfe des Drigalski- Spatel zu verreiben (Wichtig nicht so doll aufdrücken, da sich der Agar sonst verformt), dabei drehten wir zusätzlich den Drehteller, damit eine gleichmäßige Verteilung statt fand. Den Deckel der Petrischale hielten wir immer knapp über die Petrischale.
Nachdem wir mit Hilfe des Drigalski- Spatel die 0,1 ml der Verdünnungsstufe 10-4 gleichmäßig verteilt und ausgestrichen hatten, entfernten wir den Drigalski- Spatel und schlossen mit Hilfe des Deckels die Petrischale mit der Aufschrift 10-5.
Damit hatten wir die höchste Verdünnungsstufe nach dem Oberflächen- Spatelverfahren auf den Agar überführt, verteilt und ausgestrichen. Die anderen Verdünnungsstufen überführten, verteilten und strichen sie auf dem Agar aus.
- Schritt:
Nachdem wir alle Verdünnungsstufen und die Probe überführt, verteilt und ausgestrichen hatten, werden die Agar- Platten normalerweise in den Brutschrank gestellt, da wir aber eine gute Raumtemperatur für die Vermehrung hatten und der Zeitraum auch recht groß war, stellten wir die Agar Platten geordnet auf einen Tisch im Raum. Als wir nach mehren Tagen wieder kamen waren die Agar Platten fertig bebrütet und wir konnten uns an die Auswertung machen.
Das zählten wir unter eine Lupe und unter dem Auszählunsgerät (das mit einer Lupe zur Hilfe aus gestatt war) jede einzelne Kolonie und markierten diese mit einem schwarzen Stift, das Gerät nahm uns die Arbeit des Zählens ab wir mussten nur einfach die Kolonien auf dem Petrischalendeckel markieren, dabei wurde jede Markierung als eine Kolonie von dem Gerät gezählt.
Mit den gezählten Kolonien konnten wir weiter rechnen, aus wenn es über 300 sind , dann findet keine Auswertung statt da man sich sicher sein kann das man locker über 1000 Keime pro Gramm Lebensmittel kommt und das ist die absolute, vorgeschriebene höchst Grenze.
Auswertung und Diskussion:
Nachdem wir alle unsere Agar- Platten ausgezählt hatten erhielten wir folgendes Ergebnis:
10-2 = über 300 Bakterienstämme (überwachsen , nicht zählbar)
10-3 = über 300 BS = 967 BS
10-4 = 170 BS
10-5 = 4 BS
Da es sich um eine Dreifachbestimmung handelt nahmen wir das Ergebnis der anderen Gruppen zu unserem Ergebnis dazu:
Gruppe 1 Gruppe 2 Gruppe 3
10-5 0 4 8
10-4 220 170 211
10-3 370 967 314
10-2 Über 300 Über 300 Über 300
Versuch 3:
Prinzip und Theorie:
Bei der Membranfiltermethode wird ein Membranfilter mit der passenden Porengröße in ein Filtrationsgerät eingelegt (verwendetes Filtrationsgerät beschrieben auf Seite ) und die Probe filtriert. Für unseren Versuch haben wir als Probe Trinkwasser genommen und NKS (Nährkartonscheiben) einmal mit Würze, NKS mit Endo und einmal PCM als Nährboden genommen (alles zu NKS und PCM auf Seite und Seite ), dabei haben wir zwei verschwinde Probenvolumina genommen beim PCM genommen. Die Vorteile bei einer Membranfiltration liegen im Gegensatz zur Direktmethode oder dem Oberflächen- Spatelverfahren bei:
der erhöhten Nachweisgenauigkeit
größere Probevolumina können untersucht werden
das Verhältnis von sichtbaren Kolonien und Probevolumen lässt sich direkt bestimmen
es spart Zeit und Geld
ermöglicht bei minimalem Keimgehalt eine exakte Keimzahlbestimmung
Durch einen sterilisierten Trichter kommt trifft die Probe auf den Filter, mit Hilfe von Vakuum wird die Probe durch den Filter gesaugt, wobei die Keine auf der Oberfläche zurück bleiben.
Probe:
Es handeltet sich dabei um Wasser aus dem Wasserhahn der Jungentoilette. Wir nahmen aber kein Wasser was schon länger in den Leitungen „gestanden“ hatte
Geräte:
Membranfiltrationsanlage (genau erklärt auf Seite
NKS mit Würze Nährböden
NKS mit Endo
2 PCM Nährböden
Dosierspritze
4 Membranfilter
Bunsenbrenner
Kartuschenbrenner
Feuerzeug
Autoklave
3 Laborflasche
Pinzette
Chemikalien:
dest. Wasser
Angaben zur Sicherheit und Entsorgung:
Die Entsorgung findet im Spülbecken statt, die Geräte werden im Spülbecken gespült und anschließend mit dest. Wasser ausgewaschen.
Die später bebrüteten Agar- Platten und NKS Platten werden gesammelt und im Autoklave werden unter großer und langer Hitzeeinwirkung die Mikroorganismen abgetötet, danach können die Petrischalen weggeschmissen werden oder wieder verwendet.
R- und S- Sätze:
Da wir keine Chemikalien benutzt haben, beziehungsweise nur dest. Wasser, sind keine R- und S- Sätze vorhanden.
Durchführung:
- Schritt:
Als aller erstes legten wir uns die Geräte die wir brauchten für die Membranfiltration zurecht und desinfizierten unsere Arbeitsfläche, sowie unsere Hände. Danach beschrifteten wir NKS mit Würze, NKS mit Endo und zwei PCM Platten. Als nächstes bauten wir die Membranfiltrationsanlage auf ( verwendetes Filtrationsgerät beschrieben auf Seite ).
Nachdem wir alles fertig aufgebaut hatten, den Bunsenbrenner mit Hilfe eines Feuerzeuges angemacht hatten und alles fertig beschriftet hatten. Gingen wir zum Wasserhahn auf der Jungentoilette, entzündeten unseren Kartuschenbrenner mit Hilfe eines Feuerzeugs und drehten den Wasserhahn auf. Wir mussten etwas Wasser vorlaufen lassen, da wir für unsere Untersuchungen nicht das Wasser aus den Leitungen was eine Weile dort „gestanden“ hatte verwenden wollten.
Nach einer Weile drehten wir den Wasserhahn zu, sterilisierten mit Hilfe des Kartuschenbrenner den Rand unsere Laborflasche, sowie den Wasserhahn und füllten Wasser in unsere Laborfalsche. Nach dem wir genug für unsere Membranfiltration hatten, drehten wir den Wasserhahn wieder zu, sterilisierten mit Hilfe des Kartuschenbrenner den Rand unsere Laborflasche und den Deckel. Danach verschlossen wir die Laborflasche, beschrifteten sie und gingen zurück zu unserem Arbeitsplatz.
Dort angekommen überführten wir mit Hilfe einer Dosierspritze 3,5 ml Bidest. Wasser auf die NKS, da diese etwas feucht sein müssen.
- Schritt:
Als nächstens sterilisierten wir den mit Hilfe der Bunsenbrennerflamme den Filtertisch, sowie wie den Trichter von unten, diesen schraubten wir wieder auf das Filtergerät. Danach öffneten den Vakuumhahn und flammten den Trichter von innen und Deckel ab, wir drehten den Vakuumhahn wieder zu. Jetzt sterilisierten wir mit Hilfe der Bunsenbrennerflamme unsere Pinzette und holten mit unseren sterilisierten Pinzette den Membranfilter aus der Verpackung, entfernten das gelbe Deckblatt, schraubten den Trichter nochmals ab, legten den Filter auf den Filtertisch und befestigten den Trichter wieder auf das Filtergerät.
- Schritt:
Nachdem wir alle Vorbereitungen getroffen hatten, konnte es los gehen.
Wir stellten die Vakuumpumpe an und gossen 10 ml von unsere Probe in den Trichter, nachdem wir den Rand der Laborflasche mit Hilfe der Bunsenbrennerflamme sterilisiert hatten. Die Vakuumpumpe zog unsere Probe durch den Filter, dabei bleiben die Keime im Filter hängen. Wir spülten anschließend mit sterilem Wasser gründlich nach, da Keime am Rand des Trichters hängen geblieben waren und wir diese mit auf unseren Filter haben wollten. Als die Filtration fertig war, sterilisierten wir nochmals unsere Pinzette und mit Hilfe der sterilen Pinzette überführten wir für den feuchten Filter auf die NKS (mit Würze), dabei ist es wichtig das zwischen Filter und NKS keine Luftblasen sind, da dort der Nährboden nicht wirken kann. Den gleichen Vorgang machten wir auch eine weitere PCM Platte mit dem Probenvolumen von 100 ml und dem Probenvolumen 10 ml, sowie für NKS (mit Endo) mit einem Probevolumen von 10ml.
Wir hatten also zum Schluss 2 PCM mit infiziertem Membranfilter und 1 NKS (mit Würze mit infiziertem Membranfilter, sowie 1NKS (mit Endo) mit infiziertem Membranfilter. Nachdem bebrüten ging es an die Auswertung der NKS und PCM.
Auswertung:
PCM mit einem Probevolumen von 10 ml:
unzählbar
orange Punkte auf gelben Hintergrund
feucht und schleimig
PCM mit einem Probenvolumen von 100 ml:
zählbare Kolonien
weniger Keime
vereinzelt orange Punkte
1 Kolonie außerhalb des Filters
NKS mit Würze mit einem Probevolumen von 10 ml:
zählbar =127 Kolonien
bräunlich und leicht flüssig
NKS mit Endo mit einem Probevolumen von 10 ml:
zählbar = 138 Kolonien
hellbräunlich und leicht flüssig
Für eine genau Identifizierung der Kulturen müssten wir die Kulturen aus der Petrischale heraus nehmen und sie Hitzefixieren, da aber auch pathogene Keime enthalten sein könnten und wir nicht die nötige Ausstattung dafür hatten, ließen wir Petrischalen verschlossen.
Versuch 4:
Theorie und Prinzip:
Hackfleisch und Mett sind sehr anfällig für Mikroorganismen, da sie meist Roh aufs Brot verzerrt werden. Daher wird bei Hackfleisch besonderes auf die Gesamtkeimzahl und die Art der Keime geachtet. Zur Bestimmung der Gesamtkeimzahl wenden wir wieder das Oberflächen- Spatelverfahren an und zur Bestimmung ob es Keime gibt die vielleicht Gase bilden, verwandten wir das Titerverfahren mit Brilla Bouillon.
Dafür mussten wir als erstes die Hackfleischprobe Homogenisieren mit Hilfe von physiologischer Kochsalzlösung. Danach erstellten wir eine Verdünnungsreihe , für das Spatelverfahren von 10-4 bis 10-6 und für das Titerverfahren von 10-3 bis 10-6.
Nachdem erstellen der Verdünnungsreihe fuhren wir zuerst mit dem Oberflächen- Spatelverfahren fort und danach nachdem Titerverfahren, bei dem 1 ml von jeder Verdünnungsstufe in Brilla Bouillon kommt, genauso wie das Durham- Röhrchen.
Probe:
Es handelt sich dabei um eine Hackfleischprobe.
Material und Methode:
Geräte:
Die Geräte zur Verdünnungsreihe
Drigalski- Spatel
3 Agar Platten
Drehteller
Hubpipette und mehreren Plastikaufsätze
Bunsenbrenner
Feuerzeug
Autoklave
3 Laborflaschen
Durham- Röhrchen
5 Reagenzgläser
Stromacherbeutel
Stromacher
Reagenzglasständer
Chemikalien:
Ethanol
dest. Wasser
Brila Bouillon Rechnung: 1000 ml = 41 g 50 ml= 2,05g Kochsalzlösung (0,9%) Rechnung: 100 ml= 0,9 g NaCl 250 ml =2,25 g NaCl
Angaben zur Sicherheit und Entsorgung:
Die Entsorgung findet im Spülbecken statt, die Geräte werden im Spülbecken gespült und anschließend mit dest. Wasser ausgewaschen.
Die später bebrüteten Agar- Platten werden gesammelt und im Autoklave werden unter großer und langer Hitzeeinwirkung die Mikroorganismen abgetötet, danach können die Agar- Platten weggeschmissen werden.
R- und S- Sätze:
Ethanol: R :11 S :2,7,16
Durchführung :
- Schritt :
Als aller erstes legten wir uns die Geräte die wir brauchten für das Oberflächen- Spatelverfahren, sowie fürs Titerverfahren zurecht und desinfizierten unsere Arbeitsfläche, sowie unsere Hände. Den Ethanol überführten wir in einen Petrischale und zündeten den Bunsenbrenner mit Hilfe eines Feuerzeuges an .
Wir lösten 2,05g der festen Brila Bouillon in 50 ml dest. Wasser. Danach kam in jedes Reagenzglas ein umgekehrtes Durham- Röhrchen rein und die Brila Bouillon wurde gleichmäßig auf die 5 Reagenzgläser ( 10 ml je Reagenzglas) verteil. Außerdem beschrifteten wir die Reagenzgläser von 10-3 bis 10-6.
Nachdem wir auch die PCM Platten von 10-5 bis 10-7 beschriftet hatten, erstellten wir eine 0,9 % Kochsalzlösung in dem wir 2,25g in 250 ml dest. Wasser lösten. Diese 250 ml teilten wir auf die drei Laborfalschen auf und zwar zweimal 60 ml und einmal 120 ml. Die Drei Laborflaschen beschrifteten wir und stellten sie zusammen mit den Reagenzgläsern in dem die Brila Bouillon (die Reagenzgläser kamen zusammen in einen Messbecher mit ein bisschen Wasser auf dem Boden) war in den Autoklaven bei ca. 210°C 15 Minuten lang.
Nachdem Autoklavieren ließen wir die Reagenzgläser, sowie die drei Laborflaschen abkühlen und wiegten in einem Stromacherbeutel mit Hilfe eines abgeflammten Spatels 20g Hackfleisch ein, dazu gaben wir dann die abgekühlten 60 ml NaCl (0,9%). Die 80 g Hackfleisch NaCl im Stromacherbeutel gaben wir in den Stromacher für 1 Minuten zum homogenisieren.
Das Homogeniesaat überführten wir in die 120 ml NaCl- Lösung , damit hatten wir schon die Verdünnung 10-2 und fingen an die Verdünnungsreihe (Verdünnungsreihe anlegen siehe Seite ) anzulegen, anstatt dest. Wasser verwendeten wir allerdings 9 ml NaCl. Wir legten eine Verdünnungsreihe von 10-3 bis 10-6 an.
- Schritt:
Nachdem wir alle Vorbereitungen getroffen hatten und die Verdünnungsreihe hergestellt hatten, konnte es los gehen wir stellten die Hubpipette auf 0,1 ml ( 100 Mikroliter) ein, steckten einen Plastikaufsatz auf die Hubpipette und fingen bei der höchsten Verdünnung an. Wir öffneten das Reagenzglas mit der Verdünnung 10-6, sterilisierten mit Hilfe der Bunsenbrennerflamme den Rand des Reagenzglas und entnahmen mit Hilfe der Hubpipette 0,1 ml. Die Hubpipette hielten wir in der Nähe der Flamme und sterilisierten mit Hilfe der Bunsenbrennerflamme den Rand und den Deckel des Reagenzglases, danach schraubten wir den Deckel auf das Reagenzglas. Der Drigalski- Spatel wurde kurz in Spiritus getaucht und anschließend durch die Flamme gezogen. Der Spiritus fing Feuer und somit sterilisierten wir den Drigalski- Spatel. Wir hoben den Deckel der Petrischale mit der Aufschritt 10-7 an und überführten die 0,1ml der Verdünnungsstufe 10-6 aus der Hubpipette auf die den Agar in der Petrischale. Danach stellten wir die Petrischale auf den Drehteller, drückten den Drigalski- Spatel am Rand kurz in den Agar um ihn abzukühlen und fingen an den Tropfen mit Hilfe des Drigalski- Spatel zu verreiben (Wichtig nicht so doll aufdrücken, da sich der Agar sonst verformt), dabei drehten wir zusätzlich den Drehteller, damit eine gleichmäßige Verteilung statt fand. Den Deckel der Petrischale hielten wir immer knapp über die Petrischale.
Nachdem wir mit Hilfe des Drigalski- Spatel die 0,1 ml der Verdünnungsstufe gleichmäßig verteilt und ausgestrichen hatten, entfernten wir den Drigalski- Spatel und schlossen mit Hilfe des Deckels die Petrischale mit der Aufschrift 10-7.
Damit hatten wir die höchste Verdünnungsstufe nach dem Oberflächen- Spatelverfahren auf den Agar überführt, verteilt und ausgestrichen. Die anderen beiden Verdünnungsstufen 10-5
Und 10-4 überführten, verteilten und strichen sie genauso so wie bei der Verdünnungsstufe 10-6 beschrieben.
- Schritt:
Als wir mit dem Oberflächen- Spatelverfahren fertig waren, ging es ans Titerverfahren.
Dazu fingen wir wieder bei der höchsten Verdünnungsstufe an, stellten die Hubpipette auf 1 ml ein. Wir öffneten das Reagenzglas mit der Verdünnung 10-5, sterilisierten mit Hilfe der Bunsenbrennerflamme den Rand des Reagenzglas entnahmen mit Hilfe der Hubpipette 1 ml und hielten die Hubpipette so na wie möglich an die Bunsenbrennerflamme.
Jetzt sterilisierten wir den Rand und den Deckel des Reagenzglases in dem die Verdünnung 10-5 war und verschlossen dieses. Danach öffneten wir das Reagenzglas mit der Aufschrift 10-6, sterilisierten den Rand des Reagenzglases mit Hilfe der Bunsenbrennerflamme und überführten die 1ml in der Hubpipette. Anschließend sterilisierten wir den Rand und den Deckel des Reagenzglases mit der Brila Bouillon, sowie dem 1 ml von der Verdünnungsstufe 10-5 und verschlossen wieder das Reagenzglas.
Diesen Vorgang wiederholten wir mit den anderen Verdünnungsstufen auch und so mit hatten wir dann am Ende 5 Reagenzgläser die infiziert waren.
Die infizierten PCM Platten und die 5 Reagenzgläser im Reagenzglasständer wurden zum bebrüten in den Raum gestellt, weil die Raumtemperatur und die Zeit zum bebrüten ausreichten. Nachdem bebrüten ging es ans auswerten.
Auswertung und Diskussion:
Nach mehren Tagen bebrüten bei Raumtemperatur hatten wir ein Ergebnis und zwar ein überraschend gutes Ergebnis. Es waren höchstens zwei bis drei Kolonien auf der PCM Platte mit der niedrigsten Verdünnungsstufe. Wir brauchten dazu keine Gesamtkeimzahlbestimmung, da wir sofort wussten das die Gesamtkeimzahl, die vom Gesetzgeber vorgeschrieben ist nicht überschritten wurde.
Auch bei dem Titerverfahren war nichts auffälliges zu erkennen, zwar hatte sich weißer Schleim gebildet, doch es hatten sich keine Luftblasen im Durham- Röhrchen gebildet, alle waren negativ. Es waren also keine bildenden Keime vorhanden im Hackfleisch, genauso wie nicht sehr viele Keime im Hackfleisch vorhanden waren.
Mögliche Fehler wären: zu steril gearbeitet oder nicht richtig auf dem Agar auf getragen.
Da die andere Gruppe Luft in ihrem Durham-Röhrchen hatten, stellten wir für weitere vier Tage die Reagenzgläser vom Titerverfahren auf einem Tisch bei Raumtemperatur, doch auch nach vier Tagen hatte sich nichts geändert
Hallo!
15 Seiten Versuchsprotokoll … Respekt! Da hast Du Dir eine Menge Arbeit gemacht! Ich muss gestehen, dass ich noch nicht alles durchgelesen habe. Du hast alle Verfahren sehr ausfuehrlich beschrieben.
Ich kann keinen Grund dafuer erkennen, dass Deine Lehrerin sich ueber den Mangel an Fachbegriffen beschwert. Meiner Meinung nach ist der Text nach fachlichen Gesichtspunkten in Ordnung. Allerdings lassen Ausdruck, Grammatik und Rechtscheibung sehr zu wuenschen uebrig!!!
Wie ich oben schon habe anklingen lassen, sind manche Deiner Beschreibungen sehr ausfuehrlich. Natuerlich weiss ich nicht, welche Anforderungen Deine Lehrerin an die Detailgenauigkeit des Versuchsprotokolls stellt, aber Sachen wie:
Anschließend wurde der Objektträger vorsichtig
getrocknet und der Bunsenbrenner mit Hilfe eines Feuerzeugs
angemacht
und
Als wir die Impföse sterilisiert hatten , hoben wir den Deckel
der Petrischale leicht an,
musst Du bestimmt nicht erwaehnen.
Noch ein paar Hinweise:
- Bacillus heisst mit Nachnamen „subtilis“ nicht wie von Dir geschrieben „subitlis“.
- Am Anfang des Textes solltest Du E. coli wenigstens einmal beim vollen Namen nennen („Escherichia coli“); im weiteren Text kannst Du dann „E. coli“ verwenden (nicht „E- coli“!!). Fuer den zweiten Keim gilt das gleiche: zu Beginn einmal „Bacillus subtilis“ schreiben und dann im weiteren Verlauf des Textes „B. subtilis“.
- E. coli sind Bakterien. Den Ausdruck „E. coli Bakterien“ kannst Du Dir also sparen.
Viele Gruesse,
Marcus
Hallo RoterDrache18,
Markus hat es schon sehr treffend geschrieben.
Nur noch ein Tipp (aber vielleicht hast Du das im Originaltext ja schon drin):
Speziesnamen von Bakterien werden kursiv geschrieben (B. subtilis und E. coli).
Gruß, Saksa
Hallo Drache,
ich würde Dir vorschlagen, Deinen Text selbst nochmal durch zu
lesen, einige Rechtschreib- und Grammatikfehler könntest Du
wahrscheinlich mit Word schon ausbessern.
Außerdem kämst Du wahrscheinlich selbst drauf, dass sowas
geändert werden muß:
alle waren negativ. Es waren also keine bildenden Keime
vorhanden im Hackfleisch, genauso wie nicht sehr viele Keime
im Hackfleisch vorhanden waren.
z.B. hier kannst du mehr zusammen fassen:
Vor der Färbung und vor dem KOH- Test muss man die
Mikroorganismen auf dem Objektträger fixieren, das heißt sie
dürfen sich nicht mehr bewegen und sind Tod.
Wir säuberten den Objektträger mit dest. Wasser, weil keine
Rückstände oder Fett für das fixieren auf dem Objektträger
sein dürfen. Anschließend wurde der Objektträger vorsichtig
getrocknet und der Bunsenbrenner mit Hilfe eines Feuerzeugs
angemacht, wir nahmen danach die Impföse und ließen sie
ausglühen in der Bunsenbrennerflamme.
Mein Vorschlag:
Die toten Mikroorganismen wurden vor dem KOH-Test auf dem mit
destilllierten Wasser gereinigten Objektträger fixiert. („das
sie sich dannn nicht mehr bewegen ist klar“). Die Impföse
wurde in der Bunsenbrennerflamme ausgeglüht.
Mein Tip: Beschränke dich auf das Wesentliche. ist es wichtig,
das der Brenner mit einem Feuerzeug angemacht wurde usw.?
Versuche die Sätze etwas zusammen zu fassen. natürlich keine
ewig langen Schachtelsätze bilden aber ein paar Infos dürfen
schon zuammengefasst werden. Am besten mit den geeignteten
Adjektiven.
Sowas wie „dann haben wir“ gehört nicht in ein Protokoll.
Wenn Du Dir Deinen Text nochmal durchgelesen und verbessert
hast kannst Du ihn mir gerne auch schicken, ich schau ihn mir
dann nochmal an.
Grüße Karamell
Okay, erstmal danke.
Ja das mit dem Ausdruck, Grammatik und Rechtscheibung sind ja meine größten Schwächen, gerade das mit dem Ausdruck, das finde ich teilweise selber nicht so toll, weiß aber nicht recht wie ich das verbessern kann.
Ja gewisse dinge könnte ich wirklich weglassen, aber wie zum Beispiel kann ich „dann haben wir“ vermeiden oder wie kann ich das zusammenfassen „dann sterilsierten wir mit Hilfe der Bunsenbrennerflamme die Pipette“, das sind Sachen die ich irgendwie gerne weg kürzen würde
Vielleicht könntet ihr mir ein paar Anregungen noch geben, wäre toll, aber thx for all
Lg Roter Drache 18
Hallo drache
Ja gewisse dinge könnte ich wirklich weglassen, aber wie zum
Beispiel kann ich „dann haben wir“ vermeiden
du könntest es mit „nachdem“ probieren.
Oder
z.B. Die Mikroorganismen haben wir auf die sterilisierten Objektträger fixiert.
Willst Du wirklich in der zweiten Personschreiben? Ich distanziere mich lieber und schreibe in der dritten Person. Habe im Moment auch mit den ganzen „wurdens“ zu kämpfen. Es läßt sich auch nicht immer vermeiden Wiederholungen zu schreiben, es ist ja eine Auflistung. Ein naturwissenschaftlicher Test ist kein Deutsch Aufsatz, da darf das sein, sollte aber noch leserlich sein.
Gruß Karamell
hi,
dein protokoll liest sich in etwa so, als ob es eins deiner ersten wäre und du
darüberhinaus einer der zeitgenossen bist, die nicht viel lesen. nimms mir
nicht übel - das kann sich ja auch alles noch ändern 
oder bist du gar kein muttersprachler? das würde die grammatik erklären, aber
am rest (s.u.) ändert sich nix.
Ja das mit dem Ausdruck, Grammatik und Rechtscheibung sind ja
meine größten Schwächen, gerade das mit dem Ausdruck, das
finde ich teilweise selber nicht so toll, weiß aber nicht
recht wie ich das verbessern kann.
- viel lesen. fachbücher, protokolle von älteren semestern, oder auch jeden
morgen die tageszeitung. - mehr protokolle schreiben. mit der übung kommt das schon!
Ja gewisse dinge könnte ich wirklich weglassen, aber wie zum
Beispiel kann ich „dann haben wir“ vermeiden oder wie kann ich
das zusammenfassen „dann sterilsierten wir mit Hilfe der
Bunsenbrennerflamme die Pipette“, das sind Sachen die ich
irgendwie gerne weg kürzen würde
dann lass das zeug halt weg und überleg, wie du den restlichen satzbestandteil
grammatikalisch richtig zusammenstöpseln kannst.
Vielleicht könntet ihr mir ein paar Anregungen noch geben,
- wiederholungen vermeiden
- kürzere sätze schreiben, schachtelsätze sehr viel sparsamer verwenden,
- überleg, was wirklich wichtig ist, um die versuche nachzuvollziehen. das
irgendwas im waschbecken gespült wurde, ist mE nicht wichtig. - werd nicht zu detailliert, du hast da tendenzen dazu.
grüße, simon
Hallo!
Ja gewisse dinge könnte ich wirklich weglassen, aber wie zum
Beispiel kann ich „dann haben wir“ vermeiden oder wie kann ich
Das Protokoll sollte in der dritten Person geschrieben sein (z.B. „Die Bakterien wurden …“ oder „Nach dem resuspendieren der Bakterien wurde eine Verduennungsreihe erstellt…“.
das zusammenfassen „dann sterilsierten wir mit Hilfe der
Bunsenbrennerflamme die Pipette“, das sind Sachen die ich
irgendwie gerne weg kürzen würde
Wenn es wirklich so ausfuehrlich sein muss und ein einfaches „mit einer sterilen (oder sterilisierten) Pipette…“ dann kannst Du folgendes schreiben: „die Pipette wurde zum Sterilisieren durch eine Flamme gezogen.“.
Viel Erfolg,
Marcus